Aspectos Prácticos Generales De Inyectar 146k4s

Aspectos prácticos generales de inyectar Aparte de la técnica específica para aplicar la inyección, existen unas pocas pero muy importantes reglas generales a tener en cuenta siempre: 1. Fechas de vencimiento · Consulte la fecha de vencimiento de cada elemento a utilizar (jeringas, agujas, el medicamento, etc.). · Si atiende llamadas a domicilio, consulte con frecuencia la fecha de vencimiento que lleva en su maletín medico. 2. Acerca del Medicamento · Asegurarse que el frasco ampolla o la ampolla contiene la droga que usted desea istrar, y en la cantidad que se propone. 3. Esterilidad · Durante todo el procedimiento de preparación, el material debe mantenerse en condiciones estériles. · Lave sus manos antes de comenzar a preparar el procedimiento. · Desinfecte la piel en el sitio de la inyección. 4. Controle que no se forme burbujas · Asegúrese de que no existen burbujas de aire en la jeringa después de cargar la medición. · Esto resulta critico en las inyecciones intravenosas. 5. Prudencia · Una vez que ha movido la cubierta protectora de la aguja, el cuidado debe extremarse. · No toque nada con la aguja sin su cubierta protectora. · Una vez completada la inyección tenga cuidado de no pincharse accidentalmente, o de pinchar a otra persona (N del T: recuerde la hepatitis B y el SIDA) . 6. Basura · Asegúrese que la basura (el material empleado en su totalidad) debe considerarse contaminado y eliminarse en consecuencia. Nunca utilice el basurero común.

a) Inoculación de animales de laboratorio. Una vez realizada la inactivación del complemento (a 56ºC x 15 minutos) del producto que contiene a las IgTcsp se procedió a preparar un compuesto que se utilizará como material de inoculación siguiendo el procedimiento de Arias y col (1984) con algunas modificaciones. Utilizando una llave de tres salidas (Baxter) y dos jeringas desechables. Se emulsificaron los siguientes productos: 10ul de IgTcsp, 10ul de adyuvante completo de Freund y solución salina estéril en cantidad suficiente para 1 ml.

Se prepararon un total de 4 ml, inoculando un conejo y tres cobayos a razón de 1 ml por animal dosificado en 0.5 ml intramuscular y 0.5 ml subcutáneo. Fueron realizadas seis (6) inoculaciones por animal, la segunda cinco días después de la primera y el resto cada quince días. Se tomó una muestra de sangre a los quince días después de la segunda inoculación (con el fin de probar la actividad de suero contra el inóculo), y se realizó exanguinación total por punción cardíaca a los quince días después de la última inoculación. La inoculación a animales de experimentación se reserva a situaciones de campo cuando el aislamiento en medios de cultivo corre el riesgo de contaminarse, o cuando no hay disponibilidad de microscopía. El sacrificio del animal dos meses después de infectado permite aislar los parásitos de bazo en las leishmaniasis viscerales o de la piel en el punto de inoculación en las cutáneas.

2. VIA INTRADERMICA: Esta vía ite muy poca cantidad de líquido

vacunal, por lo que no es útil cuando se necesita istrar mayor cantidad del inmunizante. Es una presentación que produce una liberación lenta del material biológico, debido a que la dermis es una zona sin irrigación sanguínea directa. La zona de aplicación es la región deltoidea de ambos brazos, indistintamente. Requiere de una técnica de aplicación muy exquisita, que debe ser practicada por personal muy bien entrenado. Se aplica con aguja 27 x 1/2" (13 x 0,4 mm), de bisel corto y perfecto y jeringa de 1 ml -de las llamadas tipo tuberculina- que tiene que estar bien calibrada y con deslizamiento correcto del émbolo. En el momento de la aplicación, la aguja se introduce con el bisel hacia arriba casi en forma paralela a la piel, mientras ésta es estirada hacia abajo. Los errores que se cometen en la aplicación intradérmica -como, por ejemplo, pasar con la aguja a la zona subcutánea o inocular mayor cantidad que la dosis indicada- acarrean consecuencias desagradables y muy serias para el vacunado. Por este motivo no se recomienda la aplicación de la vacuna BCG en establecimientos de salud donde no haya personal entrenado. VIA SUBCUTANEA: La técnica consiste en llevar la aguja a una profundidad mayor que en la vía intradérmica, es decir al tejido subcutáneo, que es un tejido ampliamente irrigado y laxo, lo que facilita la expansión del proceso inflamatorio local; esta característica motivó que se prefiriera reemplazarla por la vía intramuscular. La inyección se hace en la región deltoidea utilizando una jeringa de 1 ml y aguja 27 g x ½" (13 x 0,4 mm). En el momento de la inyección se hace asepsia de la zona con alcohol de 70º u otro desinfectante adecuado para la piel. Se espera a que ésta seque, luego se sostiene la piel entre los dedos,

traccionando hacia fuera y tratando de desplegarla de los planos profundos, formando un pliegue; la aguja se introduce en un ángulo de 45º con la piel, luego se succiona con el émbolo para cerciorarse de que no se ha punzado ningún vaso sanguíneo. Comprobado esto último, se descarga el biológico. VIA INTRAMUSCULAR: La inyección se puede aplicar en tres posibles sitios: en el cuadrante supero-externo de la región glútea, en la región anterolateral media del muslo o en la región deltoidea. Es la vía preferida porque causa menos molestias al aliviar las reacciones locales al vacunado, aunque tiene sus inconvenientes en lo que respecta a la eficacia de algunas vacunas aplicadas en ciertos sitios y a la aceptación por parte de la población. Se utiliza jeringa de 1 ml y aguja 40 X 0,8 mm para adultos y 25 X 0,8 mm para niños. En el momento de la aplicación se realiza asepsia de la zona con alcohol de 70º u otro desinfectante de piel, luego se succiona con el émbolo para cerciorarse de que no se ha punzado ningún vaso sanguíneo y recién entonces se descarga el biológico. a) Región anterolateral media del muslo: La cara anterolateral del muslo superior (músculo vasto externo). Localización indicada para recién nacidos, lactantes y niños menores de 12 meses. En niños de 12 a 36 meses es preferible esta localización a no ser que el deltoides esté bien desarrollado. Para localizar el punto de inyección se divide en tres partes iguales el espacio entre el trocánter mayor del fémur y la rodilla y se traza una línea media horizontal que divida la parte externa del muslo. En el tercio medio, justo encima de la línea horizontal, se encuentra el punto de inyección. El decúbito supino es la mejor posición para colocar al niño, al estar el muslo más relajado. b) Región deltoidea: En niños mayores de 36 meses (o de 12-36 meses si el deltoides está bien desarrollado), adolescentes y adultos. El punto de inyección sería el espacio delimitado por el triángulo de base en el borde inferior del acromion y el vértice, debajo del lugar de inserción del músculo deltoides. c) Región glútea: El cuadrante superior externo de los glúteos, normalmente no debe usarse para inmunizaciones, en especial en los lactantes, pues se corre el riesgo de lesionar el nervio ciático. Se utilizará excepcionalmente y sólo en mayores de 3 años o en aquellos que caminen desde al menos un año antes. La región glútea de los niños está formada principalmente por grasa, por lo que si se istra la vacuna en esa zona, la velocidad de absorción podría quedar disminuida. Inyección subcutánea Materiales necesitados Jeringa con la medicación a ser istrada (sin aire), aguja (Gauss 25, corta y fina; en la jeringa), desinfectante, algodón, cinta adhesiva.

Técnica 1. Lave sus manos. 2. Brinde seguridad y confort al paciente explicándole el procedimiento. 3. Descubra el área a inyectar (parte superior del brazo, parte superior de la pierna, abdomen). 4. Desinfecte la piel. 5. Tome un pliegue de la piel. 6. Inserte la aguja en la base del pliegue realizando el paso anterior con un ángulo de 20-30 grados. 7. Libere la piel. 8. Aspire brevemente; si aparece sangre retire la aguja y reemplácela con una nueva si es posible, y comience de nuevo desde el punto 4. 9. Inyecte lentamente (0,5 - 2 minutos). 10. Retire la aguja rápidamente. 11. Presione con algodón estéril sobre el lugar de aplicación. Deje un algodón con una pequeña cinta adhesiva. 12. Controle la reacción del paciente, y de ser necesario brinde el mismo reaseguro adicional. 13. Limpie, disponga en forma segura de material empleado, lave sus manos.

Inyección intramuscular Materiales necesitados Jeringa con la medicación a ser istrada (sin aire), aguja (gauss 22, larga y de grosor medio; ya colocada en la jeringa), desinfectante, algodón, cinta adhesiva. Técnica 1. Lave sus manos. 2. Brinde seguridad y confort al paciente explicándole el procedimiento. 3. Descubra el área a inyectar (cuadrante superior externo del glúteo mayor, porción lateral del muslo, deltoides). 4. Desinfecte la piel. 5. Pídale al paciente que relaje su musculatura. 6. Inserte la aguja con un movimiento rápido y seguro con un ángulo de 90 grados, teniendo precaución con la profundidad. 7. Aspire brevemente; si aparece sangre retire la aguja. Reemplácela con una nueva, si es posible, y comience desde el punto 4 nuevamente. 8. Inyecte lentamente (es menos doloroso). 9. Retire la aguja con movimiento rápido y seguro. 10. Presione con algodón estéril en el lugar de la aplicación. Deje un algodón con tela adhesiva. 11. Controle la reacción del paciente y de ser necesario brinde reaseguro adicional. 12. Limpie, disponga en forma segura del material empleado, lave nuevamente sus manos.

Paso 4 Paso 5 Paso 6 Inyección intra o endovenosa Materiales requeridos Jeringa con la medicación a ser istrada (sin aire), aguja (gauss 20, larga y de grosor medio, ya colocado en la jeringa), desinfectante, algodón, cinta adhesiva y torniquete. Técnica 1. Lave sus manos. 2. Brinde seguridad y confort al paciente explicándole el procedimiento. 3. Destape el brazo totalmente. 4. Logre que el paciente se encuentre completamente relajado y coloque un soporte bajo el brazo cuya vena será utilizada. 5. Aplique el torniquete por encima del lugar de aplicación para lograr la ingurgitación venosa. 6. Espere que la vena seleccionada se dilate. 7. Desinfecte la piel. 8. Estabilice la vena a través de tensionar la piel en sentido longitudinal (similar dirección a la que sigue la vena) desde abajo. Haga esto con la mano que no empleará para insertar la aguja. 9. Inserte la aguja en ángulo de 35 grados. 10. Atraviese la piel y mueva la aguja ligeramente en dirección longitudinal (3-5 mm) y atraviesa la pared venosa. 11. Mantenga la jeringa y la aguja en forma firme. 12. Aspire. Si aparece sangre mantenga la jeringa en esa posición en forma segura. Sino aspira la sangre trate de nuevo. 13. Afloje el torniquete. 14. Inyecte (muy lentamente). Controle si al paciente le duele, si aparece un hematoma o la zona se hincha. Si esta en duda de estar en el interior de la vena, aspire nuevamente para controlar la presencia de sangre. 15. Retire la aguja con rapidez y precisión, presione con algodón estéril, asegúrese con tela adhesiva. 16. Controle la reacción del paciente y de ser necesario brinde reaseguro adicional. 17. Limpie, disponga en forma segura del material empleado, lave nuevamente sus manos.

¿Cuál es el objetivo de la inyección intramuscular? La istración de fármacos al enfermo para su absorción a través del tejido muscular.

¿Qué material necesitamos? 1. Guantes desechables si precisa. 2. Jeringas estériles de 2,5,10 cc. 3. Agujas estériles desechables de inyección intramuscular para niño de 2,5 cm o adulto de 3,75 cm y calibre 21 o 23 G. Para pacientes obesos, utilizar agujas largas de 5 a 6,2 cm, nunca usar una aguja con calibre de 18 o 19 G. 4. Agujas desechables para disolver y extraer el medicamento de su envase. 5. Algodón. 6. Antiséptico. 7. Medicación.

¿Cuáles son los pasos a seguir? * Lavado de manos rutinario. * Disolver la medicación. * Extraer la medicación del envase. * Cambiar la aguja para inyectar. * Ponerse los guantes si es necesario. * Proporcionarle intimidad. * Colocar al paciente de forma que favorezca la relajación del músculo seleccionado para la inyección. * Desinfectar la zona elegida dejando secar el antiséptico. * Introducir la aguja en un ángulo de 90º con movimiento seguro y enérgico. * Sujetar la jeringa con la mano no dominante, aspirando a la vez para comprobar que no se ha introducido la aguja en un vaso sanguíneo. * Si al aspirar aparece sangre, retirar y presionar fuertemente en la zona de la punción. * Si no sale sangre, introducir lentamente el medicamento. * Retirar la aguja con la jeringa en un movimiento rápido. * Presionar con el algodón.

¿Qué se conoce como técnica en z?, ¿para qué sirve? Esta técnica se puede utilizar para istrar inyecciones intramusculares con cualquier fármaco, no solo con aquellos que irritan el tejido o tiñen la piel. Lo más importante es que resulta fácil de realizar. He aquí el procedimiento: * Cargue la medicación; luego reemplace la aguja por una estéril. Asegúrese de que la aguja es lo suficientemente larga como para llegar al músculo. Por experiencia sabemos que un paciente de 90 Kg de peso requiere una aguja de 5 cm; un paciente de 45 Kg. de peso requerirá una aguja de 2,5 a 3 cm. * Localice la zona de punción dentro de los límites adecuados. La zona preferida es la ventroglútea aunque puede utilizar el muslo del paciente. Limpie por completo la zona con una torunda con alcohol. * Cuando la zona esté seca, utilice la mano no dominante para desplazar lateralmente (o hacia abajo, si le es más fácil) aproximadamente unos 2,5 cm de piel y de tejido subcutáneo. * Utilice los dedos pulgar e índice de la mano no dominante para retirar el capuchón de la aguja. Continúe desplazando la piel con los dedos restantes. * Coja el cilindro de la jeringa con los últimos tres dedos de la mano dominante. Sosteniendo firmemente la piel, inserte la aguja y aspire durante 5 segundos. Para hacer esto utilice los dedos pulgar e índice. Si no aparece sangre en la jeringa, inyecte el fármaco dentro del músculo subyacente, utilizando el pulgar para empujar el émbolo con una presión lenta y firme (10 seg/ml). * Si está inyectando dextrano-hierro, espere 10 segundos antes de retirar la aguja. Con otros fármacos, extráigala inmediatamente. Luego libere la piel y el tejido subcutáneo. De esta forma el fármaco quedará sellado en el músculo. * No aplique masaje sobre la zona, ya que podría impeler el medicamento hacia el tejido subcutáneo causando irritación. Por la misma razón, indique al paciente que evite utilizar prendas ajustadas. La técnica en Z parece reducir el malestar provocado por el reflujo de medicación al tejido subcutáneo. Esto podría ser particularmente provechoso para los pacientes a los que se istran inyecciones durante los periodos prolongados de tiempo.

¿Cuáles son las zonas preferibles? Pueden utilizarse varias zonas. Tras elegir una, debe estar absolutamente segura de que palpa los límites correctos (véanse las ilustraciones). Si no está segura, no se arriesgue a dañar al paciente. Elija otra zona.

* Dorsoglútea. Aunque es popular para los niños mayores y adultos, esta zona puede ser la más peligrosa. Una inyección istrada demasiado baja o demasiado cerca del pliegue de los glúteos podría lesionar permanentemente el nervio ciático o puncionar la arteria glútea superior. Los límites de referencia pueden ser difíciles de hallar en los pacientes obesos, al igual que en aquellos pacientes que no pueden girarse lo suficiente para exponer las nalgas. Sin embargo, para múltiples inyecciones durante un periodo de tiempo este es probablemente el mejor lugar; la zona es grande y los hematomas no serán tan dolorosos para el paciente. Si no tiene dificultad para girar sobre si mismo y moverse, pida al paciente que se coloque en decúbito prono, con las puntas de los pies apuntando hacia dentro. Esto reducirá el malestar. Exponga las nalgas; luego busque la presencia de edema o drenaje. Si advierte la presencia de cualquiera de los dos, busque otro sitio. Si no, siga adelante y palpe. Localice después el trocánter mayor del fémur. Para ello siga la curva de la nalga hacia donde esperaría encontrar la cadera. Encontrará allí una zona en donde se unen la cadera y el muslo. Distal a esta unión está el trocánter mayor. Puede encontrar esta zona presionando mientras desliza el dedo lateralmente desde la cintura hasta llegar a ella. Imagine un triángulo que vaya desde la espina iliaca posterior al trocánter mayor y 5 cm por debajo de la cresta iliaca. Esta zona en el cuadrante superoexterno de las nalgas es segura para la inyección.

1. El objetivo de la inyección intramuscular es la istración de fármacos al enfermo para su absorción a través del tejido muscular. 2. Los pasos básicos a seguir son: lavado de manos, disolver la medicación, cambiar la aguja para inyectar, ponerse los guantes si es necesario, colocar al paciente de forma que favorezca la relajación muscular, desinfectar la zona elegida dejando secar el antiséptico, introducir la aguja en ángulo de 90º con movimiento seguro y enérgico, sujetar la jeringa con la mano no dominante, aspirando a la vez para comprobar que no se ha introducido la aguja en un vaso sanguíneo, si no sale sangre, introducir lentamente el medicamento, retirar la aguja con la jeringa en un movimiento rápido, presionar con el algodón. 3. La técnica en Z parece reducir el malestar provocado por el reflujo de medicación al tejido subcutáneo. 4. La zona dorsoglútea, aunque es popular para los niños mayores y adultos, puede ser peligrosa. 5. La zona del cuadrante superoexterno de las nalgas es la más

segura para la inyección esta región. 6. Otras zonas para la istración de inyecciones intramusculares son: región ventroglútea, vasto lateral y deltoides. 7. Es importante utilizar técnica aséptica para evitar los abscesos y valorar adecuadamente la zona de punció http://www.saludyvida.net/mtemas.php?x=2&y=7.1&indice=TÉCNICA%20DE%20INYE CCIÓN%20INTRAMUSCULAR&cadena=Cuidados%20de%20Enfermería&onb=es_enfer #clas 7. Extracción de sangre: si es manso y tiene conducta médica, lo podemos hacer sin dormirle o sin comprimirle, solo tomando las precauciones lógicas que dicta el sentido común. Si no es manso y carece de conducta médica debemos comprimirle o bien dormirle si su estado general nos lo permite. En muchas ocasiones, recurrir a profesionales especializados en especies no habituales o con práctica activa con ellos puede solucionar muchos problemas y capacitarnos para poder solucionar el mismo problema en situaciones futuras.

9. 1. PARA TAREAS CON ANIMALES: 10. Se manipulará al animal siempre en silencio y con tranquilidad. Evitar en todo momento su sufrimiento innecesario ya que además puede inducir al animal a defenderse y a producir lesiones. 11. Se usará siempre guantes en la extracción de sangre o procedimientos invasivos, en el o con líquidos que requieran precauciones universales (líquido amniótico, pericardio, peritoneal, pleural, sinovial, semen, secreciones vaginales y cualquier líquido contaminado con sangre), en le o con mucosas, piel no intacta y para manipular objetos o superficies manchados con líquidos corporales. También se han de usar guantes cuando se tengan cortes, arañazos o lesiones en la piel de las manos. 12. Se efectuará lavado de las manos después de quitarse la bata y los guantes antes de dejar la estancia, e inmediatamente si se han ensuciado de sangre. En los trabajos en granjas y establos se extremará la higiene personal tras la realización de las tareas. 13. Se recomienda el uso de batas desechables cuando la ropa pueda ser manchada por líquidos corporales, sangre, excreciones o secreciones. El resto de ropa que se utilice para estas actividades, será lavada

frecuentemente, preferiblemente sin mezclar con ropa que vaya a ser utilizada en menesteres no laborales. 14. Se debe usar pantalla antisalpicaduras, bata y mascarilla protectoras cuando haya riesgo de salpicaduras o proyección de líquidos corporales. 15. La gotas de sangre que se derramen deberán limpiarse rápidamente con un desinfectante (lejía, por ejemplo) o con glutaraldehído. 16. Las muestras de sangre y otros materiales biológicos deben ser enviadas en un contenedor doble debidamente señalizado y deben ser examinados para detectar posibles roturas o fisuras. 1. 2. ESPECIES MÁS COMUNES o RATÓN Los ratones usualmente son sostenidos por la base de la cola, específicamente en el área de la parte media hacia la base. Con este sencillo método de sujeción pueden ser transferidos de una jaula a otra, examinados y sexados. Ver Figura 1. Para la aplicación de un tratamiento o un examen mas profundo, este método no es suficiente. Para un mejor control sobre el ratón, este debe sujetado por la cola, colocado sobre la rejilla de la jaula, la mesa u otra superficie, preferiblemente de donde el pueda sujetarse y entonces con el dedo pulgar e índice, tomar la piel que se encuentra en la parte superior de su cuello y hombros. Durante este proceso el ratón puede voltearse y morder pero una vez sujetado correctamente, está perfectamente controlado. Con la otra mano pueden sujetarse la cola y las patas traseras y realizar un adecuado examen de animal. Existen dispositivos de restricción aplicables a ratones que ayudan a la sujeción y al manejo correcto del animal. o RATA Las ratas normalmente se sujetan por todo su cuerpo. Ver figura 2. Se cubre con la palma de la mano toda su espalda con los dedos rodeando su cuerpo cerca del cuello, debajo de las axilas de sus patas delanteras. Las ratas pueden ser también sujetadas por la cola de forma temporal. La sujeción de la rata con una mano es lo mas común y efectivo para ejercer el control adecuado y debe estar acompañado de la sujeción de las patas y la cola con la otra mano para un control total. En esta posición otra persona puede realizar el examen o el tratamiento en el animal. Ratas jóvenes y más pequeñas pueden ser manejadas de la misma forma que un ratón, cuando su tamaño no permita la sujeción con la mano. Un hueso plano que se encuentra en la espalda de la rata llamado Chassaignac, hace difícil la

o

o

o

o

sujeción de la piel de la rata. Las ratas pueden morder y determinadas cepas y líneas son más agresivas, por ejemplo, la F-344 es más agresiva que la Sprague Dawley, por lo que el cuidado y la experiencia son determinantes para un manejo correcto y sin heridas. Existen dispositivos de restricción aplicables a ratas que ayudan a la sujeción y al manejo correcto del animal. HAMSTER Los hámsteres muerden rápido y profundo cuando el manejo no es el correcto o se encuentran en una situación de estrés que consideran de peligro. Cuando el manejo es el correcto asimilan muy bien la situación y llegan a interactuar con la persona. Son varios los métodos de sujeción de un hámster. Las palmas de ambas manos pueden sujetar al animal. Puede ser elevado sujetándolo con una mano de manera similar a la rata. La piel alrededor del cuello y sobre los hombros es una herramienta útil que ejerce un buen control para sujetarlo con una mano, no obstante se requiere de práctica para ejercer dicho control. Ver figura 3. En ocasiones es más fácil utilizar un recipiente para trasladar un hámster de un punto a otro si el control efectivo no es necesario para realizar una evaluación o inspección del animal. GERBO El gerbo responde a los mismos métodos de manejo de los pequeños roedores que se describen con anterioridad. Para el manejo rápido o de grandes cantidades, la sujeción por la base de la cola es lo ideal. Se debe evitar sujetar al gerbo por la punta de la cola pues eso puede traer por consecuencia el desprendimiento de la piel y el daño al animal. COBAYO Los cobayos rara vez muerden. Son tímidos y la sujeción debe hacerse firme pues tratan de escapar cuando se les manipula. Se sujetan muy bien colocando el dedo pulgar e índice alrededor del cuello, con la palma de la mano sobre la espalda y el resto de los dedos alrededor del cuerpo. Cuando se mantiene colgado, la otra mano debe sujetar la parte inferior de su cuerpo. Ver figura 4. Cuidado especial requiere la manipulación de hembras gestantes pues son pesadas CONEJO Los conejos no muerden con frecuencia pero pueden causar heridas con las uñas de sus patas. Sujételo de forma tal que las patas traseras estén lejos del cuerpo del operario. Sujetándolo por la piel sobre los hombros con la cabeza en dirección al operario es el mejor método de sujeción para un conejo. Cuando esté colgado, se debe sujetar la parte bajo

o

del cuerpo con la otra mano. Ver figura 5. Los conejos nunca deben ser levantados por las orejas. Si el conejo comienza a moverse violentamente y en rotación, debe colocarse rápidamente sobre una superficie plana y esperar a que se tranquilice. Este movimiento violento y en forma circular puede traer como consecuencia la fractura de una o más vértebras lumbares y daño fatal en la espina dorsal. Los conejos pueden ser llevados a un estado de hipnosis cuando se les acaricia sobre su espalda y el abdomen. Durante la sujeción los conejos pueden intentar escapar de forma violenta y pueden dañarse con la aguja o cualquier otro instrumento pudiendo causar daños en el animal o el operario. Por lo tanto la sujeción firme debe realizarse antes de iniciar el procedimiento experimental. Las jaulas de restricción son muy eficientes para garantizar lo anterior, como la que se muestra en la Figura 6 y se recomienda para la mayoría de los procedimientos. La práctica de manipulación con esta técnica puede obtenerse en la UPEALCinvestav. Existen otros similares, menos rígidos como la bolsa de restricción que cubre el cuerpo del conejo y permite con igual eficiencia su manipulación y el uso de diversas técnicas experimentales. ISTRACIÓN DE FLUIDOS Y DROGAS Cuando debe ser istrada alguna droga, medicamento, anestésico inyectable varios métodos o técnicas pueden ser de utilidad en dependencia del agente, el animal, el propósito del procedimiento, el protocolo de investigación y otros factores. Información adicional puede encontrase en: http://cinvestav.mx/upeal/nom82.html Las más comunes vías de istración son clasificadas de la siguiente forma: 1. Tracto gastrointestinal: 1. · Vía oral o per os : a través de la boca 2. · Mediante sonda gástrica 3. · Rectal o per rectum: a través del recto vía anal 2. Parenteral: 1. i. Intravenosa (iv): directamente dentro del sistema vascular a través de una vena 2. ii. Intraperitoneal (ip): por dentro de la cavidad abdominal 3. iii. Subcutáneo (sc): por debajo la piel 4. iv. Intramuscular (im): por dentro del músculo 5. v. Intradérmico (id): entre las capas de la piel

TRACTO GASTROINTESTINAL Las sustancias pueden ser istradas oralmente cuando se trate de alimentos, agua, cápsulas o píldoras. Las cápsulas o píldoras son poco usadas en conejos y roedores. Cuando sean usadas, estas se colocan en la boca al final de la lengua, el animal solo se la introducirá. Los tubos estomacales, sondas gástricas o agujas especiales se insertan a través de la boca dentro del estómago o en el bajo esófago. Ver figura 6. Debe tenerse especial cuidado de que el tubo o sonda que se inserte no penetre en la traquea o dañe el esófago. En la mayoría de los casos la introducción del tubo o sonda se hace fácil por la acción de tragar que ejerce el animal. Una reacción violenta como tos o jadeo se produce por la introducción accidental del tubo en la laringe o traquea. Los tubos plásticos o flexibles pueden ser masticados o mordidos y debe tenerse cuidado en ello. En conejos se utiliza una cánula de madera o plástico con un orificio que se coloca debajo de los incisivos. Esto impide el masticado y permite una fácil introducción del tubo estomacal. Los conejos deben ser colocados en la jaula de restricción antes de iniciar el procedimiento. Una aguja con una bola en la punta (aguja para dosificación o alimentación) es usada con frecuencia en los pequeños roedores. Su uso por lo general no requiere anestesia y la sujeción del animal se realiza con la técnica descrita en la figura 1. RECTO La istración de fluidos por el recto no es frecuente aunque ciertos agentes deben ser istrados por esta vía. Tubos flexibles o no pero con la punta en bola o roma pueden ser usados siempre que el animal esté en una posición de restricción de movimientos. Este catéter debe ser lubricado permitiendo su introducción lentamente mientras el ano se dilata. PARENTERAL Las rutas de inyección parenteral se encuentran en varias partes del cuerpo. Lugares utilizados para la colecta de sangre pueden ser usados para la istración en vena de fluidos. La vía intraperitoneal es la mas utilizada así como la intramuscular y la subcutánea. Las cantidades a introducir vía intramuscular deben ser pequeñas y la absorción por esta vía es más rápida que por vía subcutánea. Independiente de la vía que se utilice, es muy importante que el animal esté en una posición de restricción para evitar heridas en él o en el personal. El investigador debe conocer las propiedades fisiológicas de la sustancia que se planea istrar de lo contrario puede provocar irritación o daños en el

animal. El uso de la palma de la pata del conejo como vía de istración de antígenos, está estrictamente prohibido. Él mas adecuado lugar para este procedimiento es vía subcutánea en la axila o en la pared toráxica lateral.

o

A continuación encontrará una básica información sobre el equipo y técnicas para inyecciones en roedores y conejos: 

RATÓN 1. Intravenosa. Equipamiento: agujas de 27 - 30 g, jeringas 1 ml de TB, sujetador para ratón, lámpara de calentamiento La vena lateral de la cola del ratón es el sitio más común para esta técnica. Mejores resultados se logran si la cola se introduce en agua caliente o el ratón es calentado en la jaula con una lámpara. Las venas se observan cuando la cola es levantada y girada lentamente en cualquier dirección. La punta de la aguja puede verse como penetra en la vena. No obstante ser una técnica de fácil aplicación práctica y entrenamiento es fundamental. 2. Intraperitoneal. Equipamiento: jeringas y agujas 23 - 27 g, ½ a 1 pulgada, preferiblemente con el bisel pequeño. La inyección se aplica en el cuadrante izquierdo bajo como se observa en la figura 7. El uso del bisel pequeño en la aguja y su inserción a través de la piel, levantando la aguja en contra de la pared abdominal, evita la posibilidad de punción en el intestino. Una rápida istración del fluido puede causar daños en el tejido y hemorragia debido a la presión. Si no se inmoviliza la pata derecha del ratón pudiera existir el riesgo de punción en los intestinos. El máximo posible de istrar por esta vía a un ratón de 20 g es de 2 ml. 3. Intramuscular. Equipamiento: agujas de 26 a 30 g, ½ pulgada con jeringas de TB. Esta vía no es muy usada debido a la poca masa muscular y al posible daño que se le puede causar a las estructuras vitales. Si fuera necesario, pueden usarse los músculos de las piernas traseras.

4. Subcutánea. Equipamiento: agujas de 25 a 27 g, ½ a ¾ pulgada con jeringas de TB. Esta vía es utilizada como alternativa a la intramuscular en los ratones. El área escogida es el hombro. Como alternativa el abdomen ventral es usado utilizando la técnica de restricción de la figura 1.



RATA 1. Intravenosa. Equipamiento: Dependiendo del tamaño de la rata agujas de 20 g pueden ser utilizadas, de ½ a 1 pulgada. Un dispositivo de restricción y una lámpara de calentamiento es útil. Las técnicas descritas para el ratón son aplicables para la rata. En esta la vena safena del lado de la pata trasera El dispositivo de restricción es útil tanto para el animal como para el investigador. Colocando a la rata en un cilindro es el método más usual. Anestesia ligera con Ketamina-xylazina o CO² son medios útiles para el correcto trabajo con la rata. Una istración intravenosa o toma de sangre prolongada debe ser acompañada de una catéter vía vena yugular. Esta técnica requiere de elementos de cirugía. En este caso solicitar el apoyo de los médicos veterinarios de la UPEAL. 2. Intraperitoneal. Equipamiento: jeringas y agujas 23 - 25 g, ? a 1 pulgada. El lugar de aplicación es el mismo que para el ratón. La restricción del animal puede realizarse con el apoyo de otra persona o el uso de anestesia ligera. 3. Intramuscular. Equipamiento: agujas de 25 a 26 g, ½ a ? pulgada con jeringas de TB. La espalda y los músculos de las patas trasera son idóneos para esta técnica. Al igual que en el ratón debe tenerse cuidado con dañar estructuras vitales. La restricción del animal puede realizarse con el apoyo de otra persona o el uso de anestesia ligera. 4. Subcutánea. Equipamiento: agujas de 23 g, 1 pulgada. Esta vía es usada como una alternativa a la vía i.m. para istrar alguna droga. El lugar ideal es en el área escapular. Si se realiza

con frecuencia debe de alternarse el área de aplicación. La restricción correcta debe ser considerada. La piel de la rata es delgada y difícil de penetrar, debe de tenerse cuidado para evitar accidentes en la aplicación y las manos del operario.



CONEJO 1. Intravenosa. Equipamiento: agujas de 20 a 25 g de un adecuado largo y jeringas. Un pequeño bisel de menos de 1 pulgada no debe ser usado y se recomienda una jeringa de 5 ml o menos. Un dispositivo de restricción es útil. No se recomienda una restricción manual para esta técnica. La vena marginal de la oreja es ideal para la aplicación. Coloque al conejo en la jaula de restricción. El pelo de la oreja debe ser eliminado y la piel desinfectada con alcohol ó yodo antes de realizar la punción. La limpieza de la piel reduce la posibilidad de infección. La vena puede golpearse delicadamente varias veces con el dedo para su dilatación. Inyectar la vena cerca de la base de la oreja. Si se usa la xilacina como dilatador, después del procedimiento, debe lavarse la oreja con agua y jabón pues es irritante en o con la piel. 2. Intraperitoneal. Equipamiento: jeringas y agujas 19 - 20 g, 1 a 1½ pulgada con la adecuada jeringa. Pequeñas agujas pueden ser utilizadas si la sustancia a inocular es de poca y de baja viscosidad. Puede usarse una tabla plana con cuerdas en las cuatro esquinas que permitan la sujeción de cada pata. La superficie de la tabla debe estar lisa, limpia y desinfectada. El conejo tiende a encogerse cuando se le ata por las cuatro patas. La ayuda de un asistente y el uso de ketamina puede tranquilizar al animal y hacer que el procedimiento tenga éxito. El abdomen del conejo se rasura. Para evitar la dispersión de pelo, utilice alcohol al 95%. La tabla de restricción puede inclinarse hacia abajo en dirección a la cabeza del conejo. Debe cuidarse

de no dañar estructuras y órganos en el momento de hacer la punción 3. Intramuscular. Equipamiento: agujas de 22 a 23 g, 1 pulgada. El lugar más común es la parte trasera del músculo lateral. Si se requiere realizar mas de una punción el área debe de rotarse. El pelo debe ser rasurado y la piel desinfectada. Debe tenerse en cuenta el apoyo de un asistente o de un equipo de restricción adecuado. 4. Subcutánea. Equipamiento: agujas de 20 a 23 g, 1 pulgada. El área mejor es el área escapular. Limpiar la piel con alcohol, eliminar el pelo, mantener la piel levantada al aplicar la inyección.



COBAYO 1. Intravenosa. Varias venas son utilizadas pero entre individuos existe variación en el tamaño. Entre las mas usadas está la del metatarso lateral, cefálica, safena (27g) y la vena marginal de la oreja para usar una aguja pequeña (30g. Catéteres deben ser colocados en la vena yugular. 2. Intraperitoneal. Equipamiento: jeringas y agujas 19 - 22 g, con la adecuada jeringa. El equipo de restricción y la aplicación de una anestesia ligera es importante si se trabaja solo. 3. Intramuscular. Equipamiento: agujas de 20 a 22 g, 1 pulgada y jeringas de 1 a 5 ml. No se usa con frecuencia pero si fuera necesario deben tomarse precauciones para no dañas las estructuras adyacentes. Las inyecciones deben aplicarse en los músculos laterales del muslo y por lo general se requiere la ayuda de un asistente. 4. Subcutánea. Equipamiento: 20 a 22 g, ¾ a 1 pulgada con la adecuada jeringa. La piel del cobayo es delgada, especialmente sobre los hombros. Cuando se llevan a cabo inyecciones en esta área, deben usarse agujas cortas,

pesadas, por ejemplo: 20 g, 1 pulgada. El adecuado equipo de restricción debe usarse. o o

RECOLECCIÓN DE SANGRE Muchas de las pruebas de laboratorio, requieren de muestras o cantidades determinadas de sangre, ello está determinado por el tipo de prueba en cuestión. Este y otros factores determinan la técnica y método a emplear. La Tabla 1 define enlista los puntos de extracción de sangre por especie así como las precauciones y requerimientos que se deben de tener en cuenta. a. Preparación del área. Prácticamente los requerimientos para la extracción de sangre son los mismos que para la inoculación de fluidos y la aplicación de tranquilizantes o anestesia. Cuando se requiera picar una vena, el pelo debe ser eliminado para garantizar la mejor visibilidad. El área debe ser desinfectada con alcohol y algún método para dilatar la vena debe ser usado. El uso de focos de luz de pocos watts y calor en la vena son métodos útiles para extracción de sangre en la vena del conejo,, cola de rata o ratón, etc. También se pueden dilatar frotando con xilacina seguido de alcohol. Recordar que la xilacina es irritante. En la oreja del conejo, la frotación con alcohol dilata la vena Algunos procedimientos requieren de anestesia y de una adecuada restricción. b. Equipamiento necesario. Las agujas y las jeringas deben ser seleccionadas con meticulosidad, especialmente si se hacen punciones en vena. Para la cola de rata y ratón, las agujas más pequeñas 25 a 30g deben ser usadas. Para otras especies, depende del tamaño de animal y el lugar de punción. La tabla 1 recomienda lo adecuado para animales adultos. c. Técnica. La parte más difícil es la introducción de la aguja en vena. Determinados pasos deben ser tomados en cuenta aunque solo la practica determina la eficiencia del procedimiento. La aguja debe insertarse paralela a la vena y la punta de la aguja dirigida al lumen de forma longitudinal. Cuando se

detecta que se introdujo en vena, la aspiración deben de hacerse lenta para evitar se colapse. La punción en corazón es el método mas practico para la toma de sangre en pequeños roedores cuando solo se requieren unas gotas de sangre. También se utiliza en especie mayores. En esta técnica los animales deben ser anestesiados y sujetados. La aguja debe ser insertada en el punto donde se siente el latido del corazón, como lo señala la figura 8. La extracción debe ser lenta y la cantidad limitada a menos que se decida la eutanasia del animal. La vena marginal de la oreja del conejo es ideal para la extracción de pequeños volúmenes de sangre y también puede ser usada para inyecciones intravenosas. En este lugar es simple la técnica. El área es afeitada y desinfectada con xilacina seguido de alcohol. La vena es dilatada seguido de la introducción cuidadosa de la aguja y la extracción de la sangre. Se coloca la gasa en la punción para evitar hematomas. El mejor método para extraer mayores cantidades de sangre del conejo es el uso de la arteria de la oreja y un vacutainer de 50 cc. Con esta técnica entre 30 a 40 cc de sangre pueden ser colectadas. El conejo debe estar bien sujeto y evitarse los hematomas. Puede consultar a los médicos veterinarios de la UPEAL- Cinvestav para cualquier duda. En el ratón la toma de muestra de sangre de la cola es útil para hematocrito, conteos celulares y hemoglobina. La cola debe ser calentada en agua a 40 - 50°C. El animal debe ser anestesiado antes. Después de la desinfección de la cola, 1 o 2 mm de la punta de la cola pueden cortarse y la sangre recogida. Si la sangre no sale, se puede “ordeñar” la cola. Aunque es un método útil, tanto este como el corte de dedos en ratón deben ser evitado lo más posible. La toma de muestra en vena de la cola del ratón y la rata es posible. La vena se ve lateralmente cerca de la base de la cola, se requiere buena iluminación y dilatación para observarse mejor. El sangrado de la vena yugular en especie mayores es lo más adecuado. El sangrado del plexus orbital de la rata y del sinus orbital del ratón y el hámster es lo más usual. ¼ ml puede ser extraído con una frecuencia semanal usando estas técnicas. Cuando se extraiga sangre del ratón, la rata y el hámster de

la periórbital del ojo, el tubo capilar se coloca en la mayor de las estructuras venosas orbitales. La extracción de sangre en el seno orbital del ratón requiere que el tubo capilar entre directamente en el sinus orbital. (Figura 10-A). Cuando se usa en hámster, el tubo capilar es colocado en el caudal del sinus orbital (Figura 10-B). En la rata se facilita cuando el tubo capilar se coloca encima del globo ocular y se alcanza la vena mayor entre la mas profunda y la vena superficial de la órbita (Figura 10-C). El conocer la ubicación de las estructuras venosas del ratón, la rata y el hámster ayuda al éxito de la técnica. Es obligatoria la anestesia en toda técnica de extracción de sangre periorbital. ANEXOS Figura 1.- Métodos de sujeción y manipulación en el ratón para inyecciones intraperitoneales o intramusculares.

Figura 2.- Métodos de restricción y sujeción para inyecciones

Figura 3.- Métodos de restricción y sujeción del hámster.

Figura 4.- Método de sujeción para inyecciones y movimiento del cobayo

Figura 5.- Métodos para la sujeción y transportación de conejos y su colocación y ajuste en la jaula de restricción para tomas de sangre e inyecciones

Figura 6.- Dosificación de fluidos en el estomago de la rata. La jeringa es especial, 15 g con punta bola y doblada entre 15 y 20 grados en la punta

Figura 7.- Sujeción para la aplicación de la inyección intraperitoneal en ratón.

Figura 8.- Método para la extracción de sangre del corazón en rata. El latido del corazón es palpado con el dedo y la aguja es introducida pegada al dedo a través del pecho en la cámara cardiaca como se muestra en la figura izquierda. Luego la sangre se extrae como se muestra en la figura derecha

Figura 9.- Extracción de sangre periorbital de ratón, hámster y rata.

http://cinvestav.mx/upeal/PI-11-02.htmlhttp://cinvestav.mx/upeal/PI-1102.html