Informe 2 Quimica Analitica 10164c

UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA LA MOLINA

FACULTAD DE CIENCIAS. DEPARTAMENTO DE QUÍMICA CURSO: QUÍMICA ANALITICA– LABORATORIO INFORME DE PRÁCTICA Nº 2

Título: “Volumetría ácido-base/ Determinación del Nitrógeno orgánico por Método Kjeldahl” ALUMNO

CÓDIGO

Facultad y especialidad: Pesquería / Agronomía Profesor:Juan Carlos Palma– Práctica Horario de práctica: 11 am – 1 pm Grupo de teoría y de laboratorio: A/A* Fecha del Experimento: 5 de septiembre del 2017 Fecha del Informe: 12 de septiembre del 2017

LA MOLINA - LIMA - PERÚ

3. MATERIALES

FIRMA

3.1 INFRAESTRUCTURA/ MATERIALES/ REACTIVOS/ EQUIPOS      

Infraestructura del laboratorio.- El laboratorio de química cuenta con suministros de energía eléctrica, agua potable, desagüe y extintor deCO2. 01 bureta calibrada de 25 ml. 02 Matraz Erlenmeyer de 125 ml. 02 Vaso de precipitado de 50 o 100ml. Pizeta con agua destilada, pipeta volumétrica de 5 ml, fiola volumétrica de 50 ml. Probeta graduada de 15 ml, bombilla de succión, 2 balones de digestión kjeldahl 100 ml.

REACTIVOS:     

Muestra orgánica Catalizador (mezcla de 100g K2SO4 más 0.25g CuSO4) Ácido sulfúrico concentrado Hidróxido de sodio 0.1088 M estandarizado Ácido sulfúrico 0.0498 M estandarizado

EQUIPOS:   

Balanza analítica. Equipo de digestión en campana extractora para captura gases emitidos. Equipo de destilación Kjeldahl.

3.2 Buenas prácticas de laboratorio:  

La práctica debe ser desarrollada siguiendo los pasos del manual de Buenas Prácticas de Laboratorio. El trabajo del laboratorio demanda orden y concentración para asegurar exactitud y precisión en los resultados.

3.3 De gestión ambiental:  

Aplicar los lineamientos del Manual de Gestión de Residuos de Laboratorio. Manejar las instrucciones de tratamiento y disposición de residuos sólidos, efluentes y/o emisiones en áreas de trabajo. Estipulado en los elementos de la norma ISO 14001.

3.4 Gestión de Seguridad y Salud Ocupacional:  Identificación/ investigación de peligros y Evaluación de Riesgos, Factores de Riesgos: Físicos, Químicos, Biológicos, Psicosociales, Ergonómicos. Referente a los elementos de la norma OSHA 18001.

METODOLOGÍA

DIGESTION PARA PASAR N-ORGANICO A N-NH4+  Pesar la muestra y el papel en la balanza analítica, previamente a envolverlo y errarlo cuantitativamentee introducirlo en el balón de digestión.  Añadir 1g de catalizador.  Agregar 2.5 ml H2SO4 concentrado.  Llevar aproximadamente 2 horas el digestor (hasta solución incolora).  Retirar del digestor, dejar enfriar y pasar a la siguiente etapa. PARA LA CAPTURA DEL AMONIACO ARRASTRADO POREL FLUJO DE VAPOR DE AGUA  Alistar el matraz de Erlenmeyer de 125 ml ( vendría ser el REACTOR 2)  Tomar en una pipeta cilíndrica 25 ml de solución de H2SO4 0.0498 M estandarizado y vierta al matraz.  Agregar 5 o 6 gotas de fenolftaleína y debe dejar incolora. PARA GENERAR FLUJO DE VAPOR DE AGUA ALISTAR EL QUIPO DE DESTILACION  Preguntar al profesor sus dudas por los factores de peligros que tendría si no hacen casa las BPL.  Identificar las partes del equipo de destilación.  Verificar el funcionamiento de todas las llaves de paso y dejar abiertas.  Llenar 2/3 de volumen del balón con agua para hervir y ubicar al destilador.  Encender la plancha de calentamiento a 100ºC.  Asegurar la refrigeración que circule la entrada y salida del agua del grifo. PARA ALCALINIZAR EL N-NH4+ Y PASAR A N-NH3(g) Y ARRASTRARLO CON FLUJO DE VAPOR DE AGUA Y ATRAPARLO EN ÁCIDO         



Alistar en una probeta 5ml de NaOH concentrado 20M Alistar una probeta con 5 ml de agua destilada Agregar agua al balón del digestor de la muestra para mejorar la fluidez Verificar la llave de pasos que se encuentren cerradas. Trasvasar la muestra a la cámara de reacción y agregar 5 o 6 gotas de fenolftaleína de manera que la solución se torne roja. Enjugar y trasvasar a la cámara dos veces con un poco de agua destilada. Colocar el matraz Erlenmeyer con el Ácido Sulfúrico al extremo del refrigerante de modo que se quede sumergido. Colocar la plancha de calentamiento y una vez empiece la destilación, destilar por 5 minutos. Destilar hasta que la solución quede incolora (por el exceso de HSO4), y si estuviera roja o rosado , el ácido fue insuficiente y, por lo tanto se pierde la muestra y se anula el ensayo. Verificar con una cinta de indicador pH impregnado con fenolftaleína. Se deja caer una gota del destilado y si torna rojo es por aún hay Nitrógeno y se debe dejar 2 minutos más, hasta que no cambie de olor la cinta.

PARA FINALIZAR EL ARRASTRE POR DESTILACION

 Retirar en matraz Erlenmeyer.  Colocar una vaso de precipitado debajo del refrigerante para decepcionar el agua que destila.  Desenchufe la plancha de calentamiento.  Usando un trapo, retirar la plancha de calentamiento, con ello se generará presión inversa con lo que se expulsa el residuo líquido del REACTOR 1 hacia la cámara de desechos. TITULACION  Alistar la bureta limpia y seca, con su respectivo soporte universal.  Separar en un vaso de precipitado pequeño con NaOH 0.1088M estandarizado, llenar y enrazar la bureta.  Titular gota a gota la solución hasta que se torne rosado. 4. RESULTADOS TABLA DE LA DETERMINACION DE NITROGENO ORGANICO

A B C

D E

F

G

H I J K L M

Peso de la muestra en g Volumen de H2SO4, ml tomado para captura del NH3 Molaridad de H2SO4, estandarizada (cuatro decimales) Volumen de NaOH en ml gastado en la titulación Molaridad del NsOH estandarizado (cuatro decimales) Factor estequiométrico de NaOH a H2SO4 2BaOH+H2SO4→Na2SO4+2H2O Factor estequiométrico de H2SO4 a NH3 2NH3+H2SO4→(NH4)2SO4 Milimoles de H2SO4 que reaccionó con el NH3 Milimoles de amoniaco NH3 equivalente Milimoles de N equivalente W en g de nitrógeno % N (p/p) % Proteínas (p/p)

KAÑIHUA 0.5641 25 0.0498

18 0.1088

2:1

1:2

0.0005 0.1743x10^-3 0.12201 x10^-3 1.70814 x10^-3 1.3193 8.25

→% N = (VxMH2SO4 TOTAL – VxMNaOHXFE=0.5 EXCESO) X FE= 2 X 0.014X 100

W de muestra % N = (25x0.0498 – 18x0.1088x0.5) x 2 x 0.014x 100 0.5641 % N = 1.3193 →% Proteínas de la muestra = %N x 6.25 % Proteínas de la muestra = 1.3193 x 6.25 % Proteínas de la muestra = 8.25 TABLA DEL GRUPO DE LABORATORIO Y EVALUACION ESTADISTICA MESA 1 2 3 4

LADO AyB AyB AyB AyB

MUESTRA KAÑIHUA QUINUA KAÑIHUA QUINUA

% N ORGANICO 1.3193 0.2540 0.9364 0.8542

% PROTEÍNAS 8.25 1.59 5.85 5.34

CALCULOS ESTADISTICOS DEL % N-ORGANICO: Uso de confianza de 95%. X =Promedio grupal= (1.3193+0.2540+0.9364+0.8542)/4 =0.841 ∑(𝑥𝑖−𝑋)2

S= Desviación estándar Absoluta =√

𝑁−1

=√

0.583 3

= 0.441

RS = Desviación estándar relativa = Sx100/X = 0.441x100/0.841 = 52.44 % = 0.5244 Límites de confianza: α = 0.05 L.I. =X- t (1-α/2; n- 1) 𝑥

𝑠 √𝑁

L.S. = X + t (1-α/2; n- 1) x

=0.841- 3.182x0.2205 = 0.1394

𝑠 √𝑁

= 0.841 + 3.182x 0.2205 = 1.5426

Datos atípicos: 1.3193−0.9364

Q exp = |1.3193−0.2540| = 0.3594 Q tab. = N; α = 4; 0.95 = 0.829 Qexp< Q tab → 0.3594 < 0.829 → No hay datos Atípicos

ENTRADA

SALIDA

-KAÑIHUA

-AGUA, CO2, NOx, SO DIGESTIÓN VÍA HUMEDAD

-H2SO4

-(NH4)2SO4

-CATALIZADOR

-NaOH, AGUA, FENOLFTALEÍNA, CALOR.

ALCALINIZACIÓN, ARRASTRE POR VAPOR DE AGUA

-NaOH (BASE FUERTE) -H2SO4 (ACIDO FUERTE)

RECOGER EL N-ORGANICO

TITULACIÓN (VOLUMETRIA)

PRODUCTO

% N – ORGANICO EN FORMA DE NH3

DISCUSION

NH4OH.

- NH3, 𝑆𝑂42−, H2O.

-H2SO4 ESTANDARIZADO - NH4OH (ac)

-NH3, Na2SO, H2O,

- Na+, 𝑆𝑂42− , H2O.

Al final del experimento se obtuvo un porcentaje de Nitrógeno total de 1.3193 % lo que multiplicado con el factor de conversión de 6.25 daba un total de proteínas de 8.25%. Esto evidentemente es menos de lo normal ya que el porcentaje de Proteínas debería estar entre 13.9 a 16.8 según las tablas teóricas. Entonces haciendo una recapitulación del experimento se puede suponer que hubo un fallo en alguno de los tres procesos para la determinación de proteína o que se haya perdido parte de la muestra para la determinación del analito deseado. Es posible que durante el primer paso del proceso que fue el de la digestión se utilizó mucha agua destilada para remover los residuos de muestra que se encontraban en el cuello del balón lo que pudo afectar al final el resultado de toda la operación. Comparándola con otras mesas su porcentaje de nitrógeno es muy bajo ya que la quinua y la kañihua, su rango de valores son 15 A 15.8 y 13.9 A 16.8, respectivamente. 5. CONCLUSION Se puede concluir que el porcentaje de nitrógeno orgánico de la quinua y kañihua, obtenido en el ensayo y, luego multiplicado por el factor de conversión nos da el porcentaje de proteínas; no está dentro de los valores establecido para el consumo diario de los humanos. Por lo tanto se cometió un error bruto o tal vez un error sistemático. 6. RECOMENDACIÓN COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LOS ALIMENTOS http://www.fao.org/docrep/v7180s/v7180s05.htm PROPIEDADES NUTRICIONALES http://www.infoalimentacion.com/pescado/propiedades_nutricionales_pescado.htm 7. REFERENIAS BIBLIOGRAFICAS 8. ANEXOS

9. CUESTIONARIO

9.1. ¿Cuál es el título, propósito he hipótesis de la practica 2? Título: Determinación del nitrógeno orgánico por el Método Kjeldahl. Propósito: Determinar la concentración de nitrógeno amoniacal de los compuestos orgánicos e inorgánicos, por las técnicas de volumetría ácido – base por retrovaloración titulando con NaOH estandarizado y aplicando las leyes estequiometrias. Hipótesis: La concentración de amoniaco, una base de Bronsted y Lowry porque acepta iones H+ formando amonio NH4+, puede determinarse desprendiéndolo o arrastrándolo como gas NH con vapor de agua en una reacción ácido – base usando la técnica de la retrovaloración o valoración inversa y aplicando las leyes de la estequiometria 9.2 ¿Como demuestra que el resultado reportado por usted es confiable? Porque seguí paso a paso lo que indicaba la guía, teniendo todo los materiales y equipos. Incluyendo el asesoramiento del profesor. 9.3 ¿Como demuestra usted que trabajo de manera segura? Porque utilicé guantes de nitrilo, recipientes volumétricos para trasvasar los reactivos, un trapo para tomar el balón del destilador caliente, también porque me percate que el sistema funcionara en buenas condiciones. 9.4 ¿Cómo demuestra usted que el impacto ambiental de su actividad en el laboratorio fue mínimo? Porque los desechos líquidos fueron botados por un balde y por el lavadero . 9.5 Investigue el fundamento analítico para la determinación de proteínas por cada uno de los siguientes métodos: 







Método de Biuret.- si una solución fuertemente alcalina (CuSO4 ) se añade una solución de proteína se forma un complejo entre el ion cúprico y los enlaces peptídicos, con aparición de una coloración de violeta-purpura, que presenta una máxima de absorción a 540 nm. Método de Lowry.- Dependen de la concentración de tirosina y triptófano de la muestra. Consiste en dos reacciones: Reacción de Biuret y Reacción de Folin, Este último tiene característica de los grupos –OH reductores de los aminoácidos tirosina y triptófano que, junto con los complejos Cu+2 , reducen el reactivo de Folin generando un color azul. Está sujeto a muchas interferencias. Se utiliza fundamentalmente en orina. Método del Ácido Bicinconínico (BCA).- Se basa en que las proteínas reducen los iones cúpricos del reactivo BCA a iones cuprosos en medio básico. Cambio de color del verde (BCA) al morado. * proteína + Cu+2 →Cu+1 ** Cu +1 + BCA →BCA-Cu+1 Método de absorción UV a 280 nm.- originada fundamentalmente por los anillos aromáticos de triptófano y tirosina.

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Método de adhesión de colorante.- También llamado Métodos de unión a colorantes; para semicuantificar la concentración de proteínas en orina se utilizan tiras reactivas. Método de Bradfort.- Se basa en la unión del reactivo Comassieblue G250 a las proteínas en medio ácido. Reconoce los aa arginina, fenilalanina, triptófano y prolina. Origina color azul intenso A=595nm Método de la Ninhidrina.- es un poderoso agente reactivo común para observar (Castro, J. 1990) las bandas de separación de aminoácidos por cromatografía o electroforesis, también es utilizada con fines cuantitativos para la determinación de aminoácidos2 Reacciona con todos los aminoácidos alfa cuyo pH se encuentra entre 4 y 8, dando una coloración que varía de azul a violeta intenso. Este producto colorido (llamado púrpura de Ruhemann) se estabiliza por resonancia, la coloración producida por la ninhidrina es independiente de la coloración original del aminoácido. Esta prueba es positiva tanto para proteínas como para aminoácidos. En aquellos casos donde no da positiva la prueba de Biuret, da positiva la de ninhidrina, e indica que no hay proteínas pero sí hay aminoácidos libres.de un ph 4 y 8. Es una de las reacciones más sensibles para identificar aminoácidos en general, ya que detecta una parte de aminoácido en 1 500 000 partes de agua. Aminoácidos y muchas aminas primarias dan un color violeta característico. La prolina da coloración amarilla. Por su sensibilidad esta reacción se emplea para valoración cuantitativa de aminoácidos por colorimetría. La valoración de aminoácidos en orina, por ejemplo, tiene importancia en medicina ya que en algunas enfermedades como hepatopatias, infecciones agudas o diabetes mellitus en las que se presente hiperaminoacidemia, estas se ven acompañadas por aminoaciduria paralela. Algunas enfermedades metabolicascongenitas dan lugar a la eliminación anormal de algunos aminoácidos en la orina (p ej fenilcetonuria). Método turbidimétrico.- mide la disminución de la luz transmitida a través de una suspensión de partículas utilizando para ello un espectrofotómetro (detector en la misma dirección del haz de luz, se mide A o T). Se suele utilizar para soluciones concentradas (para que haya una buena disminución de la luz transmitida) ej. determinación de proteínas totales en suero, LCR u orina (haciendo que las proteínas precipiten con TCA o ácido sulfosalicílico). Como también mide la turbidez resultante de la precipitación de las proteínas.

9.6 Un determinado cereal contiene 16% de proteínas. Calcular el peso del cereal que se tomaría como muestra para que al analizar con el método de Kjeldahl del ácido bórico se utilice 50ml de HCl 0.025 M, (factor de conversión = 5.7)

% Proteínas = %N x 5.7 16% = %N x 5.7 %N= 2.807% %N = (VXMHCl TOTAL – VXMH3BO3XFE=1) X FE=1 X 0.014x 100 W de muestra W de muestra = (50x 0.025 – 36x 0.025x1)x1x0.014x100/0.02807 W de muestra =17.4563 gramos de cereal.